Ряд экспериментальных данных противоречит возможности появления ошибок в белках в таких количествах, которые могли бы вызвать старение или "катастрофу ошибок". Канунго и Ганди [59] сравнивали малатдегидрогеназу печени молодых и старых крыс иммунологическими методами. Они не обнаружили возрастных различий в свойствах ферментов. Следовательно, ген малатдегидрогеназы не подвергается с возрастом никаким структурным изменениям. Кинетические, электрофоретические и иммунологические исследования ацетилхолинэстеразы головного мозга [84] и аланинаминотрансферазы печени [93] также показали отсутствие явных возрастных различий. В дальнейшем это заключение подтвердилось тем, что карты триптических гидролизатов актина и миозина скелетной мышцы молодых, взрослых и старых (8, 21 и 84 нед) крыс оказались одинаковыми [117]. Очевидно, первичная структура ферментов при старении не изменяется.
Позже в исследованиях альдолазы из печени мыши [32,33] и цитоплазматической пероксид-дисмутазы из печени головного мозга и сердца крыс и мышей [97, 99] было показано, что антигенность, Км, Ki, электрофоретическая подвижность в полиакриламидном геле и полиакриламидном геле с додецилсульфатом натрия одинаковы для молодых и старых животных. Более того, при изоэлектрофокусировании этих ферментов не ВЫЯВИЛИ никаких различий в их электрических зарядах [39]. Наблюдали только различия в таких свойствах, как удельная активность фермента (ед/мг белка), которая была понижена у старых особей, и чувствительность к температуре, которая была повышена. Эти сдвиги были отнесены к посттрансляционным химическим изменениям типа фосфорилирования, ацетилирования, дезаминирования, аденилирования, окисления SH-групп и т. д., которые не определяются при электрофорезе в полиакриламидном геле [30]. Такие измененные молекулы имеют пониженную удельную активность и с возрастом накапливаются.
Однако сообщалось о различиях в антигенных свойствах альдолазы и глюкозо-6-фосфат-дегидрогеназы из эритроцитов молодых и старых людей [55, 82]. Частоты соматических мутаций, установленные по изменениям глюкозо-6-фосфат-дегидрогеназы [27] и хромосомным отклонениям [125], значительно выше у старых животных. Ягил [131] показал, что электрофоретическая подвижность, электроиммунодиффузия и чувствительность к температуре глюкозо-6-фосфат — дегидрогеназы печени одинаковы у молодых и старых мышей.
Исследования Гершона и его коллег показали близость величин Км, Ki, молекулярной массы и электрофоретической подвижности изоцитрат-лиазы [31] и альдолазы [133] у молодых и старых особей свободноживущей нематоды Turbatrix aceti. Однако ферменты старых животных обладали пониженной антигенностью и удельной активностью. Ротстайн и сотрудники изучили ряд ферментов молодых и старых Turbatrix aceti: изоцитрат-лиазу (рис. 9.4) [100], енолазу [111–113], триозофосфатизомеразу и фосфоглицераткиназу [40, 41], и в каждом случае молекулярная масса, Км, термостабильность и электрофоретическая подвижность были сходными. Каталитическая активность, однако, была ниже в старом возрасте, что, как предположили авторы, может быть вызвано полной инактивацией молекул фермента, но не включением ошибочных аминокислот. Возрастные изменения изоцитрат-лиазы, енолазы и фосфоглицераткиназы были также исследованы в гомогенной популяции Turbatrix aceti; гомогенность культуры достигалась удалением вновь появляющихся особей через равные интервалы времени. В старом возрасте каталитическая активность всех исследованных ферментов снижалась. Кроме того, енолаза старых особей отличалась по антигенности от фермента молодых животных [113]. На основе этих данных Ротстайн [105, 106] предположил, что наблюдаемые различия вызваны конформационными изменениями, но не замещением аминокислот.
Рис. 9.4. Зависимость общей активности изоцитрат-лиазы, преципитированной данным количеством антител, от возраста круглого червя Tyrbatrix aceti [100]
Были сделаны попытки определить накопление ошибок в белках в зависимости от возраста культивируемых фибробластов. Холлидей и Террент [49] описали увеличение доли неактивной и термолабильной глюкозо-6-фосфат — дегидрогеназы на поздних пассажах фибробластов MRC-5. Лактатдегидрогеназа фибробластов поздних пассажей этой линии отличалась по антигенности от фермента ранних пассажных клеток [71]. Голдстайн и Мёрмен [37] представили сходные данные по трем ферментам фибробластов кожи человека. Имеются данные не только о значительном уменьшении точности работы ДНК-полимеразы в клетках поздних пассажей (что изучалось с помощью синтетических матриц), но и об уменьшении скорости элонгации репликона [73]. Большой процент ошибок, регистрируемый этими авторами, вряд ли присущ нормальным клеткам; поскольку он был бы для них катастрофичным, не исключено, что регистрируемая неточность считывания обусловлена использованием в качестве матриц синтетических полинуклеотидов. Мартин и др. [79] не обнаружили различий в термочувствительности и антигенности ферментов клеток ранних и поздних пассажей в культуре WI-38. Следовательно, иммунные и каталитические свойства, а также положение при электрофокусировании фосфоглицераткиназы, пируваткиназы типа М2, глюкозофосфатизомеразы и глюкозо-6-фосфат — дегидрогеназы не отличаются у фибробластов ранних и поздних пассажей. Не изменяется также скорость, а следовательно, и надежность репликации вирусов.
Ферменты β-N-ацетилглюкозаминидаза, α-глкжозидаза и α-N-ацетилгалактозаминидаза лизосом и NADH-дегидрогеназа митохондрий молодых и старых фибробластов WI-38 имеют сходную термолабильность [52]. РНК-полимераза, которая участвует в синтезе белка и, согласно Оргелу, является одним из основных виновников появления ошибок, была изучена Ивенсом [25]. Он не нашел различий в термолабильности и удельной активности ферментов, полученных из молодых и старых клеток.
Гервин и др. [29] измерили ошибки считывания poly (U) in vitro в неочищенных препаратах, полученных в различное время из E. coli, растущей в присутствии дигидрострептомицина, который, как известно, вызывает ошибки трансляции. Они наблюдали значительное увеличение ошибок считывания poly (U), но их уровень достигал стабильных значений в присутствии антибиотика в течение нескольких генераций. Исследования Эделмена и Гелланта [24] in vivo дали сходные результаты. Оценка ошибочной трансляции (включение цистеина в флагеллин) у E. coli в присутствии стрептомицина показала, что частота ошибки становится в 50 раз выше, чем в норме, и затем стабилизируется на одном уровне (рис. 9.5). Таким образом, даже если ошибки появляются в процессе трансляции, то, как и предполагали Гоел и Икес [35], достигается стабилизация ее точности. Поэтому маловероятно, чтобы первопричиной старения было возникновение ошибок в процессе переноса информации.
Рис. 9.5. Кинетика частоты ошибки в присутствии и в отсутствие стрептомицина [24]. Культура АС92 была выращена в отсутствие стрептомицина, и в ней была измерена частота фоновой ошибки. В момент, отмеченный стрелкой, добавляли 5 мкг/мл стрептомицина и измеряли частоту ошибки на протяжении более чем восьми последующих генераций. После двух генераций в присутствии стрептомицина из культуры отбирали аликвоту, отмывали минимальной средой без добавок для удаления стрептомицина и ресуспендировали в среде с добавками. Снова вычисляли частоту ошибки. Культуру метили 3Н-аланином (53 Ки/ммоль) и 35S-сульфатом (2 мКд/нмоль) и выделяли флагеллин, как описано ранее [24]. Сплошная линия и темные значки — частота ошибок в клетках, растущих в присутствии стрептомицина; штриховая линия и светлые значки — частота ошибок в клетках после удаления стрептомицина; светлые и темные кружки и треугольники обозначают данные, полученные в двух экспериментах. Длина горизонтальных линий на значках указывает на фракции той генерации, в пределах которой включалась метка